Desarrollo de modelo murino de colonización de Lactobacillus plantarum LP5 de origen porcino - Ruiz, María Julia (2019)
La utilización de bacterias ácido lácticas (BAL) como suplemento probiótico responde a una tendencia mundial que promueve una alimentación preventiva, sana, natural, de mayor calidad nutritiva y libre de residuos. Así se ha estimulado el interés por el uso de aditivos alimentarios y terapias alternativas no medicamentosas en reemplazo de los antibióticos utilizados en producción y sanidad animal, entre los cuales cabe destacar a los probióticos y las sustancias antimicrobianas naturales que ellos producen1-2. Se ha demostrado que algunas bacterias ácido lácticas (BAL) modifican, mediante algún mecanismo, los patrones del flujo de nutrientes en el intestino, provocando efectos benéficos sobre la utilización del alimento por parte de los animales. A esto se suma la capacidad de inhibir patógenos intestinales in vitro y de proteger in vivo a animales infectados con bacterias patógenas3. Por lo tanto, el uso de los microorganismos autóctonos bajo condición GRAS (Generally Recognised As Safe) con capacidad probiótica representa una interesante herramienta profiláctica para el tratamiento y prevención de enfermedades animales2. Lactobacillus plantarum es una BAL que presenta gran versatilidad de adaptación a nichos ambientales debido a la capacidad de codificación para la absorción y utilización de diferentes azúcares, captación de péptidos y formación de aminoácidos vinculados al potencial de asociación a superficies y sustratos para su crecimiento. L. plantarum tiene la particularidad de presentar capacidad antibacteriana frente a diferentes bacterias patógenas. El objetivo de este trabajo fue generar un modelo experimental de colonización por Lactobacillus plantarum LP5 en ratones (Mus musculus) destinado a mejorar el estado general del animal y prevenir la potencial presencia de patógenos zoonóticos. Los ratones utilizados fueron hembras de la cepa Balb/cCmedc, de 6 semanas de edad. Los animales fueron dispuestos en 2 grupos de 3 individuos: tratado (GT) y control (GC). El GT fue administrado dos veces por semana mediante gavage con 100 µl de LP5 de origen porcino resistente a rifampicina en una concentración de 1010 UFC. El GC fue manipulado en iguales condiciones, pero el probiótico fue reemplazado por solución fisiológica al 0,85%. Los ratones fueron alimentados con agua y alimento ad libitum a lo largo del experimento (3 semanas). Las condiciones de alojamiento fueron estándar: 22?24 °C, 55 ± 15% de humedad, 12 h luz/12 ciclo de oscuridad. La colonización en ambos grupos fue evaluada por la presencia de signos clínicos y mediante un análisis microbiológico de la materia fecal. La toma de muestra fue realizada a intervalos semanales para cuantificar las poblaciones del LP5 suministrado (en medio MRS suplementado con vancomicina y rifampicina), Lactobacillus spp. (en medio MRS suplementado con vancomicina), Escherichia coli (en medio TBX), coliformes totales (en medio VRBG), Campylobacter (en medio mCCDA para Campylobacter) y levaduras (en medio YGC modificado). El análisis microbiológico se realizó mediante recuento en placa para todas las poblaciones anteriormente descriptas. Inicialmente la microbiota murina carecía de BAL resistentes a rifampicina, levaduras y Campylobacter termotolerantes, valores que se mantuvieron a lo largo del experimento. La generación de mutante de LP5 resistente a rifampicina facilitó su enumeración y permitió diferenciarlo fácilmente de la microbiota indígena. Los resultados del muestreo en el GT a la semana mostraron una recuperación de LP5 por encima de los 5 logUFC/g, a la segunda 7 logUFC/g y a la tercera fue de 5 logUFC/g. El GC, en tanto, mantuvo el recuento nulo a lo largo del experimento. La microbiota láctica en ambos grupos se conservó desde el inicio en un orden de 9 logUFC/g y los coliformes a 37°C y 44°C se mantuvieron en 5 logUFC/g. Los resultados mostraron que no existió un desbalance entre los componentes microbianos; por lo tanto, es factible afirmar que el inóculo no alteró el equilibrio del ecosistema intestinal y, en particular, no ejerció efecto inhibitorio sobre los integrantes de la microbiota previamente establecida. Otros estudios en donde se evalúe el potencial de inhibición in vivo de LP5 frente a un patógeno transmitido por los alimentos en un modelo de infección/colonización murino resulta interesante llevar a cabo en el futuro.1.Rosmini, M.; Sequeira, G.; Guerrero Legarreta, I.; Martí, L.; Dalla Santina, R.; Frizzo, L. (2004). Producción de Prebióticos para animales de abasto: importancia del uso de la microbiota intestinal indígena. Revista mexicana de ingeniería química, 3(2).2.Signorini, M.; Soto, L.; Zbrun, M.; Sequeira, G.; Rosmini, M.; Frizzo L. (2012). Impact of probiotic administration on the health and fecal microbiota of young calves: A meta-analysis of randomized controlled trials of lactic acid bacteria. Research in Veterinary Science, 93(1), 250-8.3.Vélez Zea, J.M.; Gutiérrez Ramírez, L.A.; Montoya O.I. (2013). Probióticos: una alternativa de producción limpia y de remplazo a los antibióticos promotores de crecimiento en la alimentación animal. Producción + Limpia, 8(1), 135-146.